Grippe aviaire et transmission chez l'homme (2006) Delvallée/Caractéristiques

Covid et épidémies grippales / Rééditions / Actualités sur la grippe aviaire et sa transmission chez l’homme

Caractéristiques des virus influenza

---

 
 

Rapport Actualités sur la grippe aviaire et sa transmission chez l’homme Chapitre Caractéristiques des virus influenza Auteur Thérèse Delvallée (INIST) Date 2006 En ligne sur HAL (page 4) Chapitre suivant Epidémiologie des virus influenza de type A.

Cette page wiki introduit le premier chapitre d'un rapport sur la grippe aviaire et sa transmission chez l'homme.

Caractéristiques des virus influenza

Taxonomie – Structure

Les virus influenza (Hilleman 2002 [83]) font partie de la famille des Orthomyxoviridae et constituent le genre Influenzavirus. Le genre Influenzavirus est réparti en trois types  : A, B et C, selon les différences antigéniques de certaines protéines  : la nucléoprotéine (NP) et les protéines M.

Les virus de la grippe aviaire sont tous du genre A (on parle communément de type A). La particularité du type A vient de sa distribution chez différentes espèces animales, notamment les mammifères et les oiseaux, et d’un pouvoir pathogène potentiellement élevé ; il est le seul à être subdivisé en sous-types.

• Ce sont des virus à ARN monocaténaire ou simple brin de polarité négative, c'est-à-dire que l’ARN ne peut agir comme ARN messager et nécessite une transcription à la phase initiale de la réplication. Ils apparaissent comme des particules de 80 à 120 nanomètres de diamètre. En microscopie électronique, ils se présentent comme une sphère recouverte de spicules correspondant aux deux glycoprotéines de surface  : l’hémagglutinine HA et la neuraminidase NA, ancrées dans une bicouche lipidique qui entoure la particule virale. Sous cette enveloppe se trouvent des protéines internes et matricielles, et au centre, une structure moléculaire hélicoïdale associant l’ARN à des complexes de nucléoprotéines et de polymérases. Le génome est fractionné en huit segments indépendants, chacun codant pour une (ou deux) protéine(s). Chacun des segments est associé à quatre molécules  : une nucléoprotéine qui emballe l’ARN (formant une nucléocapside ou ribonucléoprotéine) et un complexe de transcription et de réplication constitué par les trois polymérases virales PA, PB1, PB2.
• Dix protéines sont codées de façon indépendante par les huit segments de l’ARN monocaténaire  : les glycoprotéines de surface HA et NA, des protéines structurales internes M1, M2, NP, PA, PB1 et PB2, NS2 et non structurale, NS1.
  • L’hémagglutinine HA est composée de deux sous-unités qui possèdent des sites de fixation spécifiques à certains récepteurs des cellules cibles, et des sites de fixation pour les anticorps neutralisants et protecteurs anti-HA. La sous-unité HA1 permet l’attachement du virus à la cellule cible  ; la sous-unité HA2 intervient dans la libération du contenu du virus dans la cellule. L’HA s'attache à l'acide N-acétyl-neuraminique (ou acide sialique) terminal des chaînes des glycoprotéines ou glycolipides des récepteurs membranaires de la cellule hôte, permettant ainsi l’entrée du virus dans la cellule par endocytose. L’endosome contenant la particule virale migre vers l’intérieur de la cellule  ; au cours de cette migration, le pH endosomal devient acide (5-5,5). L’acidification du milieu provoque un changement de conformation de la molécule d’hémagglutinine qui permet la fusion de l’enveloppe virale avec la membrane endosomale.
  • La neuraminidase est présente en moins grande quantité que l’HA à la surface virale. Son rôle est complémentaire à celui de l’hémagglutinine. Elle est dotée d’une activité enzymatique assurant le clivage des liaisons osidiques formées entre l’HA et les résidus d’acide sialique. Cette fonction est capitale au stade tardif de la réplication, pour permettre la libération des virions nouvellement formés, attachés à la surface de la cellule infectée, et empêcher leur agrégation. Elle facilite également le détachement des virions du mucus présent au niveau de l’épithélium respiratoire, très riche en acide sialique.

Ces deux protéines représentent les déterminants antigéniques majeurs du virus, suscitant la formation d’anticorps protecteurs.

Jusqu’en 2004, quinze types antigéniques différents d’hémagglutinine et neuf types de neuraminidase étaient identifiés. Un seizième type d’hémagglutinine a été récemment décrit chez un virus influenza A circulant dans une population de mouettes rieuses en Suède (Fouchier, Munster et al.2005 [66]).

La combinaison de ces deux glycoprotéines permet de définir des sous-types de souche virale. La désignation des souches virales obéit à des règles internationales d’écriture. La nomenclature décrit successivement le type viral, l’hôte d’origine pour les souches animales uniquement, le lieu d’isolement, le numéro de souche, l’année d’isolement et enfin les caractéristiques antigéniques des glycoprotéines HA et NA (exemple  : A/Vietnam/1194/04 (H5N1)) (Beby-Defaux, Giraudeau et al. 2003 [22]).

• • Les protéines M1 et M2 se trouvent sous la couche lipidique et assurent la cohérence de la structure.

La protéine M1 ou protéine matricielle est la plus abondante des protéines virales. Elle s’associe à la partie intracellulaire des protéines de surface et à la nucléoprotéine, et assure la rigidité de l’enveloppe virale.

La protéine M2 est codée par le même segment d’ARN que M1 et insérée dans l’enveloppe virale. Elle se comporte comme un canal ionique et régule le pH interne du virus par le transport d’ions H+. Elle intervient dans la maturation des glycoprotéines  ; elle agit en association avec l’hémagglutinine dans les processus de décapsidation et le transport des glycoprotéines vers la surface cellulaire pour la formation de nouvelles particules infectieuses.

• • Les nucléoprotéines (NP) s’associent à chaque segment d’ARN viral pour former huit nucléocapsides à symétrie hélicoïdale.
  • Les protéines acide PA, basiques PB1 et PB2 forment un complexe polymérase qui s’associe avec les nucléocapsides et interviennent dans le contrôle de la transcription et la réplication de l’ARN viral.

PB1 correspond à l’ARN polymérase ARN dépendante.

PB2 intervient dans le décodage lors de la formation des protéines.

PA joue un rôle dans la formation de nouveaux brins d’ARN de polarité négative, qui sont incorporés dans les nouveaux virions.

• • La protéine NS2 assure le transport des ribonucléoprotéines nouvellement formées du noyau vers le cytoplasme.

La protéine NS1 est produite directement dans la cellule infectée et n’est pas incorporée dans les nouveaux virions  ; elle jouerait un rôle dans l’échappement du virus à l’action antivirale de l’interféron.

Affinité du virus vis-à-vis de l’hôte

Elle est déterminée au niveau moléculaire par l’hémagglutinine et la neuraminidase (Van and Manuguerra 2000 [199]). La restriction d’hôte fait appel à de nombreux mécanismes, et n’est pas totalement élucidée.

L’hémagglutinine

L’hémagglutinine est impliquée dans l’attachement du virus sur des récepteurs cellulaires sialyloligosaccharidiques. L’extrémité distale de chaque sous-unité de l’HA se fixe à l’acide sialique lié à une molécule de galactose. Les virus de type A sont capables de reconnaître deux variétés d’acide sialique (SA)  : l’acide N-acétylneuraminique (NeuAc) et l’acide N-glycolylneuramique (NeuGc) qui s’attachent à une molécule de galactose voisine par deux types de liaison, α2,3 ou α2,6. Chez l’homme, les organes cibles contiennent majoritairement des variétés NeuAc, à la différence des oiseaux et des porcs où l’on trouve des SA de type NeuGc. L’adaptation d’un virus à une nouvelle variété d’acide sialique requiert son échappement à des inhibiteurs sériques  : sialyl-protéines, lectines liant le mannose, par des mutations au niveau du site de fixation à l’acide sialique de l’HA (Parrish and Kawaoka 2005 [154]).

La présence, à la surface des cellules hôtes, d’un récepteur sialoglycoconjugué, associant une variété de SA et un type de liaison, conditionne la spécificité de reconnaissance de ce récepteur par le virus (Suzuki, Ito et al. 2000 [187]).

L’abondance d’un ou plusieurs types de récepteurs sur les cellules cibles, aux sites de réplication virale, exerce une pression de sélection variable sur la spécificité d’hôte.

Les cellules intestinales aviaires, site de réplication majeur du virus chez les oiseaux, possèdent uniquement des récepteurs cellulaires en α2,3. Les virus influenza équins et aviaires reconnaissent SA lié au galactose (Gal) par une liaison de type α2,3 (SAα2,3Gal), ce qui explique la transmission directe des virus aviaires au cheval. Chez le porc, la présence des deux types de récepteurs au niveau de l’épithélium trachéal explique sa sensibilité aux virus grippaux humains et aviaires.

Les récepteurs de type SAα2,6Gal sont majoritaires au niveau des cellules épithéliales respiratoires humaines. Les virus humains se lient préférentiellement à des acides sialiques attachés au Gal par des liaisons de type α2,6. Les études du tropisme cellulaire des virus influenza humains démontrent que l’infection des cellules épithéliales respiratoires non ciliées est indispensable à une réplication et à une transmission efficaces du virus, les cellules non ciliées possédant majoritairement des récepteurs de type SAα2,6Gal. Les cellules ciliées de l’épithélium respiratoire humain, possèdent quant à elles des récepteurs de type SAα2,3Gal qui seraient les cibles des virus aviaires, dans les cas où ils infectent l’homme (Matrosovich, Matrosovich et al.2004 [130]).

La capacité de réplication des virus grippaux A est également influencée par la nature des acides aminés en position 226 et 228 du site de fixation de l’HA au récepteur cellulaire. La présence de la glutamine en position 226 est associée à la spécificité des virus aviaires pour le récepteur SAα2,3Gal ; la leucine en 226, à la spécificité des virus humains de sous-types H2 et H3 pour le récepteur SAα2,6Gal. D’autre part, l’orientation adéquate de SA au niveau du site de fixation de l’HA au récepteur cellulaire nécessite l’existence de paires d’acides aminés  : ainsi, les virus humains possèdent tous la leucine en position 226 en association à la sérine en position 228  ; chez les virus équins et aviaires, la glutamine en position 226 est associée à la glycine en position 228 (Baigent and McCauley 2003 [18]).

Il est démontré qu’une simple substitution au niveau d’un des acides aminés en position 205, 226 ou 227 de l’hémagglutinine virale suffit à modifier sa spécificité de fixation à l’un des deux types de récepteurs (Suzuki 2001 [185]) (Suzuki 2005 [186]) (Gambaryan, Tuzikov et al. 2005 [68]). Les mutations au niveau des acides aminés en position 190 et 225 de l’HA des virus H1 humains et porcins sont associées à l’acquisition de la spécificité pour les liaisons de type SAα2,6Gal et favorisent ainsi l’adaptation des virus aviaires à l’homme et au porc (Baigent and McCauley 2003 [18]).

Ces mécanismes sont impliqués dans les variations de la spécificité d’hôte  : la transmission des virus influenza entre différentes espèces aussi bien que l’émergence de nouveaux sous-types dans la population humaine.

La neuraminidase

La neuraminidase est une sialidase responsable du clivage des liaisons osidiques entre les résidus d’acide sialique et le sucre voisin au niveau du récepteur cellulaire à l’hémagglutinine. Son rôle dans la restriction d’hôte des virus grippaux est encore mal connu

• La spécificité de la neuraminidase pour les liaisons entre l’acide sialique et le galactose (liaisons SAα2,3Gal et SAα2,6Gal) et pour les différentes espèces moléculaires d’acide sialique (forme N-acétyl et N-glycolyl) a été étudiée chez les virus N2  : deux acides aminés en position 275 et 431 déterminent la spécificité de reconnaissance par la NA des liaisons de type SAα2,6Gal et de la forme NeuGc de l’acide sialique respectivement. La présence de la valine en position 275 est associée à une haute spécificité pour les récepteurs de type α2,6, la présence de la lysine en position 451 confère un haut niveau de spécificité pour l’acide sialique NeuGc. L’adaptation de la neuraminidase à différents substrats ferait appel à des substitutions d’acides aminés qui progressivement altèrent la conformation de la NA au niveau et autour de son site actif, permettant ainsi la fixation des différentes espèces d’acide sialique (Kobasa, Kodihalli et al. 1999 [106]).

• Les virus aviaires se répliquent préférentiellement dans le tube digestif des oiseaux et sont donc adaptés à se développer dans des conditions de pH acide. Les virus humains H3N2 isolés après 1971 ne possèdent pas d’activité sialidase à pH acide. Des virus réassortants porteurs du gène NA humain associé aux autres gènes viraux d’origine aviaire sont incapables de provoquer une infection digestive après inoculation par voie orale (Suzuki 2005 [186]). L’activité enzymatique de la neuraminidase des virus aviaires H1N1 est mieux conservée à pH acide que celle des virus de même sous-type adaptés à l’homme ou au porc (Baigent and McCauley 2003 [18]). Deux acides aminés sont impliqués dans la stabilité à pH acide de la neuraminidase des virus influenza A  : l’arginine en position 344 et la phénylalanine en position 466. Des substitutions à leurs niveaux modifient l’activité enzymatique (Suzuki 2005 [186]). L’activité de NA à pH acide contribue à la restriction d’hôte des virus influenza A.

Les mutations au niveau du gène de la neuraminidase participent à l’adaptation des virus grippaux à de nouveaux hôtes et en conséquence au franchissement de la barrière d’espèces. L’adaptation à un nouvel hôte nécessite néanmoins une compatibilité entre la NA et l’HA, dans la mesure où ces protéines ont des fonctions complémentaires  : la NA dissociant les liaisons entre SA et HA.

Les protéines internes

• Les polypeptides du complexe de réplication

  Dans les modèles animaux et les cultures cellulaires, la protéine PB2 a une forte influence sur la spécificité d’hôte. Le résidu en position 627, même si d’autres sont impliqués, en est le déterminant majeur. Les autres polypeptides, PB1, PA et NP ont également leur rôle, et l’analyse de l’efficacité de la réplication de ribonucléoprotéines reconstituées montre que la compatibilité entre les différents polypeptides est fondamentale pour la réplication virale dans les cellules de mammifères. La réplication est plus performante quand PB2 et NP dérivent de la même souche aviaire ou humaine, ou quand PB1 est d’origine aviaire quelle que soit sa combinaison avec d’autres gènes (Baigent and McCauley 2003 [18]). La combinaison de ces protéines intervient également sur le caractère thermosensible de la réplication  ; les virus aviaires ont une croissance optimale à 42°C, les virus humains à 37°C (Parrish and Kawaoka 2005 [154]).

• Les protéines M

  L’analyse des séquences d’acides aminés montre dix régions contenant des acides aminés spécifiques des souches aviaires ou humaines, le nombre de sites différents est plus important pour la protéine M2 (sept sites) que pour la protéine M1 (trois sites)  ; on ignore actuellement lesquels d’entre eux contribuent à la restriction d’hôte. Les protéines M des virus grippaux humains ont progressivement perdu la capacité de coopérer avec l’hémagglutinine des virus aviaires, les virus réassortants sont devenus incapables de se répliquer efficacement (Baigent and McCauley 2003 [18])

• Les protéines NS

  Il existe deux sous-types A et B du gène NS. Tous les gènes NS des virus qui infectent les mammifères sont du sous-type A (sauf pour un virus H3N8 d’origine aviaire adapté au cheval). Il n’est pas possible cependant de différencier les isolats aviaires des isolats humains, sur la seule base de modifications d’acides aminés (Baigent and McCauley 2003 [18])

Virulence

La virulence est la capacité pour un microorganisme de pénétrer dans un organisme hôte, de s’y multiplier, avec pour conséquence le développement d’une maladie. Elle dépend de l’interaction entre le virus et ses composants, avec un type de cellule, un tissu spécifique ou un organisme entier  ; cette association de facteurs lui permettant de se répliquer et de disséminer au sein de l’organisme hôte.

Les oiseaux sauvages sont les hôtes naturels des virus influenza A. Régulièrement, ces virus infectent les populations d’oiseaux domestiques, et le passage des virus A de la faune sauvage à la volaille industrielle s’accompagne du développement d’une virulence chez les nouveaux hôtes. Les facteurs qui contribuent à l’apparition de cette virulence sont difficilement reproductibles en laboratoire, et sont vraisemblablement multiples. Un certain nombre de déterminants moléculaires de la virulence ont été identifiés :

• Le rôle des protéines HA et NA

  La protéine HA intervient dans la fusion du virus avec la membrane endosomale cellulaire. La fusion nécessite que l’HA soit activée et pour cela clivée en deux sous-unités HA1 et HA2. L’extrémité N terminale de HA2 assure la fusion avec la cellule. Le clivage de l’hémagglutinine est une condition préalable à l’initiation de l’infection et donc un facteur déterminant de la virulence du virus. Les virus H1, H2, H3 contiennent un seul acide aminé, l’arginine, au site de clivage. Le clivage est assuré par des protéases extracellulaires sécrétées par un seul type de cellule (chez l’homme, les cellules de l’épithélium respiratoire). Les souches hautement pathogènes H5N1 et H7, présentent de multiples acides aminés basiques adjacents au site de clivage (Puthavathana, Auewarakul et al.2005 [159]) (Govorkova, Rehg et al. 2005 [75]) (Perdue, Suarez et al. 2000 [157]). La présence de ces acides aminés permet le clivage de l’HA par des protéases intracellulaires ubiquitaires telles la furine  ; en conséquence, le processus de clivage est plus efficace et peut s’effectuer dans un grand nombre de cellules (Horimoto and Kawaoka 1994 [88]).

  Selon le nombre et le type d’acides aminés présents au niveau du site de clivage, on identifie des souches virales avirulentes ou peu pathogènes et des souches virales hautement pathogènes. Une substitution de la sérine vers l’isoleucine, au niveau de la position 227 de l’HA, diminue la virulence de la souche hautement pathogène isolée chez l’homme à Hong Kong en 1997 (Hatta, Peng et al. 2001 [79]). Un minimum de cinq acides aminés à proximité d’un hydrate de carbone est nécessaire pour un clivage optimal et le remplacement de l’arginine par la lysine à l’extrémité C terminale de HA1 inhibe la clivabilité de HA (Walker and Kawaoka 1993 [201]). Les virus recombinants H5N1 ne possédant pas ces acides aminés basiques ne sont pas virulents chez la souris (Hatta, Peng et al. 2001 [79]). Leur présence atteste donc de l’importance de cette caractéristique de l’hémagglutinine dans la manifestation de la virulence des virus influenza A.

  Cependant, l’intensité de la virulence peut être modulée par la présence d’acides aminés au niveau de régions différentes de l’hémagglutinine des virus A (H5N1). La présence de séquence polybasique au site de clivage n’est pas toujours associée à la virulence, la composition du site de clivage et l’existence d’un résidu acide ayant une influence sur le phénotype pathogène du virus (Hulse, Webster et al. 2004 [92]). L’hémagglutinine du virus de la grippe espagnole de 1918 ne présente pas de site de clivage polybasique ; les souches humaines peu virulentes dont il est issu ont pourtant généré un virus hautement pathogène  ; on ignore quelle caractéristique lui confère une telle virulence (Kobasa, Takada et al. 2004 [107]).

  La neuraminidase joue également un rôle dans l’activation de l’hémagglutinine. La présence d’un site de glycosylation supplémentaire au niveau de la structure globulaire de NA du virus H5N1 augmente la virulence de celui-ci chez le poulet, peut-être par une augmentation de l’activation des protéases de la cellule hôte (Hulse, Webster et al. 2004 [92]). Le raccourcissement de la longueur de la tige de l’enzyme, les mutations à son niveau seraient des facteurs de la manifestation de la virulence chez l’homme (Zambon 2001 [213]). L’évolution de souches aviaires peu pathogènes vers des souches hautement pathogènes s’accompagne d’une succession de mutations au niveau du gène de la neuraminidase (Banks, Speidel et al. 2001 [20]) (Deshpande, Naeve et al. 1985 [55]).

  On pense qu’un équilibre est nécessaire entre les activités de l’HA et de la NA ; la force de fixation de l’HA sur la cellule hôte à la période initiale de l’infection, doit être adaptée à l’efficacité de la NA dans la libération des nouveaux virions de la surface cellulaire (Baigent and McCauley 2001 [17]).

• Le rôle des polymérases virales

  Les protéines du complexe polymérase des virus influenza A sont impliquées dans la virulence du virus A (H5N1). Les études menées sur les souches virulentes et avirulentes isolées chez l’homme au cours de l’épidémie de Hong Kong en 1997, démontrent que le pouvoir pathogène de chacune de ces deux souches est déterminé par l’acide aminé en position 627 de la protéine PB2 ; la présence de la lysine en remplacement de la glutamine augmente la capacité réplicative du virus chez la souris (Shinya, Hamm et al. 2004 [173]) ; elle est sans effet sur la réplication du virus dans des cellules aviaires (Hatta, Peng et al.2001 [79]).

  La souche humaine hautement pathogène A/Vietnam/1203/04 (H5N1) présente la même substitution à la position 627 de PB2 (Govorkova, Rehg et al. 2005 [75]). L’acide aminé en position 627 jouerait un rôle dans l’interaction de la polymérase virale avec des facteurs d’hôtes spécifiques (aviaires ou mammifères), ou déterminerait la température seuil de l’activité de l’ARN polymérase virale, la réplication virale s’initiant à des températures différentes chez les oiseaux et les mammifères (Noah and Krug 2005 [146]).

  La souche humaine hautement pathogène A/Vietnam/1203/04 (H5N1) présente la même substitution à la position 627 de PB2 (Govorkova, Rehg et al. 2005 [75]). L’acide aminé en position 627 jouerait un rôle dans l’interaction de la polymérase virale avec des facteurs d’hôtes spécifiques (aviaires ou mammifères), ou déterminerait la température seuil de l’activité de l’ARN polymérase virale, la réplication virale s’initiant à des températures différentes chez les oiseaux et les mammifères (Noah and Krug 2005 [146]).

  Des souches de virus A (H5N1), isolées chez des canards sains en Chine, entre 1999 et 2002, ont acquis progressivement un pouvoir pathogène et létal chez la souris. Par génétique inverse on a pu démontrer qu’une mutation au niveau de l’acide aminé à la position 701 de la protéine PB2 est responsable du franchissement de la barrière d’espèces et de l’acquisition de la virulence chez la souris (Li, Chen et al. 2005 [117]).

• Le rôle de la protéine NS1

  L’infection du porc par un virus recombinant H1N1 porteur du gène NS de la souche A/Hong Kong/156/97 (H5N1) est responsable d’une virémie plus importante et durable que l’infection par le virus sauvage H1N1. La virulence du virus réassorti requiert l’existence d’un acide glutamique en position 92 de la protéine NS1  ; elle est interprétée comme la conséquence de la résistance du virus à l’action antivirale des interférons et du facteur de nécrose tumorale αsécrétés par l’hôte (Seo, Hoffmann et al. 2004 [171]) (Seo, Hoffmann et al. 2002 [170]).

  L’infection des macrophages dérivés de monocytes par deux souches A/Hong Kong/97 (H5N1) isolées chez l’homme, induit une production importante de cytokines proinflammatoires (interféron β, facteur de nécrose tumorale α) comparativement à d’autres virus influenza A, H1N1 ou H3N2. Un taux élevé de cytokines circulantes contribuerait au pouvoir pathogène du virus A (H5N1) (Lipatov, Andreansky et al. 2005 [121]).

• Le pouvoir apoptotique des virus influenza A

  Les virus influenza A ont la capacité de déclencher la mort programmée de cellules en culture. L’apoptose se caractérise par la désintégration du cytosquelette et la fragmentation de l’ADN cellulaire. Les virus grippaux de type A étant des parasites intracellulaires obligatoires, leurs fonctions apoptotiques sont efficaces à la fin de la réplication, après utilisation de la machinerie cellulaire.

  Trois protéines virales seraient impliquées dans la mort cellulaire. La neuraminidase joue un rôle initiateur du processus apoptique par l’activation du facteur de croissance transformant β, à la différence de la protéine NS1A dont l’absence chez un virus recombinant augmente l’activité apoptotique de celui-ci. Ces observations corroborent l’hypothèse selon laquelle la virulence du virus A (H5N1) est en relation avec une augmentation importante des cytokines circulantes, notamment les interférons (Cheung, Poon et al. 2002 [40]). La troisième protéine impliquée dans l’apoptose des cellules infectées est une petite protéine de 87 acides aminés encodée par le gène PB1. Elle augmente spécifiquement l’apoptose des monocytes, limitant son action aux cellules immunitaires de l’hôte (Noah and Krug 2005 [146]) (Baigent and McCauley 2003 [18]).

La virulence des virus influenza A est plurifactorielle. Des interactions fonctionnelles sont identifiées comme déterminants au niveau moléculaire de la virulence de certains virus, notamment du virus A (H5N1). Il est envisageable que toute interaction entre les protéines d’origine virale et/ou cellulaire, qui optimise l’enveloppement des ribonucléoprotéines virales dans les particules virales et l’assemblage de nouveaux virions, facilite la dissémination virale et donc potentialise la virulence de ces virus.

La plupart des virus isolés chez les oiseaux sont avirulents, responsables d’infection asymptomatique ou peu sévère. On a pu mettre en évidence au cours d’épidémies de grippe, l’évolution de souches peu pathogènes vers des souches hautement pathogènes. Ce phénomène concerne les sous-types H5 et H7 (Banks, Speidel et al.2001 [20]).

Tumpey et ses collaborateurs ont reconstruit par génétique inverse, le virus de la grippe espagnole de 1918, afin de comprendre les raisons de son extrême virulence. Les études sur des cellules épithéliales respiratoires humaines suggèrent que la présence conjointe du gène HA et des gènes de la polymérase du virus de 1918 est essentielle à une réplication optimale. La comparaison du virus de 1918 avec d’autres virus recombinants exprimant un ou plusieurs gènes du virus de la grippe espagnole démontre que ces gènes sont impliqués dans la virulence optimale de ce virus (Tumpey, Basler et al. 2005 [196]).

Les souches virales A (H5N1) isolées chez l’homme et les oiseaux au cours des flambées de 1997 et la période 2003-2004 montrent une augmentation de la virulence des isolats humains de 2004 chez le furet (Maines, Lu et al. 2005 [127]).

Variabilité génétique

Les virus influenza sont pourvus d’une grande plasticité génétique. La dérive génétique et les réassortiments géniques sont les mécanismes connus contribuant à leurs variations antigéniques (Abed, Hardy et al. 2002 [9]) (Van and Manuguerra 2000 [199]).

• La dérive génétique (ou glissement antigénique)

  La dérive génétique est la conséquence du caractère peu fidèle de l’enzyme ARN polymérase, ARN dépendante dont les erreurs de lecture commises au cours de la réplication virale ne sont pas réparées  ; elle résulte également de la pression de sélection exercée par les anticorps neutralisants sur les sites antigéniques de l’HA (Al Faress, Cartet et al. 2005 [10]). Ces erreurs aboutissent à des mutations ponctuelles au niveau des bases nucléotidiques des gènes viraux et par conséquent à des modifications au niveau des protéines pour lesquelles ils codent.

  Ces variations antigéniques sont mineures, surviennent environ tous les deux à trois ans et apparaissent essentiellement pour l’hémagglutinine et à moindre titre pour la neuraminidase. Tous les gènes codant pour les autres protéines virales peuvent à priori subir des mutations, dans la limite où les protéines codées par ces gènes conservent des fonctions compatibles avec la réplication virale.

  Le glissement antigénique concerne un sous-type, pour lequel apparaissent des variants successifs qui diffèrent progressivement de la souche d’origine. Il concourt à l’apparition d’épidémies annuelles limitées en raison de l’échappement partiel du virus à la réponse immunitaire de l’hôte. Il apparaît que chaque nouveau variant de virus grippal A, capable de réinfecter un individu préalablement exposé, présente au moins quatre substitutions d’acides aminés au niveau d’au moins deux sites antigéniques de l’hémagglutinine.

  L’étude de l’évolution génétique de l’hémagglutinine des virus grippaux humains A (H1N1) et A (H1N2), isolés dans le sud de la France au cours des hivers 2001 à 2004, met en évidence 28 substitutions d’acides aminés au niveau de la région HA1 des virus A (H1N1) ou A (H1N2) exclusivement, voire des deux. Par ailleurs, neuf isolats A (H1N2) présentent une substitution de l’acide aminé en position 90 ; il en résulte l’introduction d’un nouveau site de glycosylation adjacent au site antigénique E de HA, et la possibilité d’une modification de l’antigénicité du virus A (H1N2) (Al Faress, Cartet et al. 2005 [10]).

  Le taux d’évolution des virus influenza aviaires est beaucoup plus important chez les volailles que chez l’hôte naturel, représenté par les oiseaux sauvages (Suarez, Van et al. 2000 [181]). Les erreurs dans les gènes codant la neuraminidase et l’hémagglutinine sont les plus fréquentes.

• La cassure antigénique (ou saut)

  Elle est rendue possible par le caractère segmenté du génome des virus grippaux et constitue le second mécanisme de variation antigénique. Elle correspond au remplacement complet d’un ou plusieurs gènes d’une souche virale par un gène équivalent d’une autre souche virale. Ce réassortiment génétique peut conduire à l’apparition de nouveaux sous-types de virus et être à l’origine de pandémies de grippe  : la grippe asiatique en 1957 et la grippe de Hong Kong en 1968 (Laver and Garman 2002 [111]).

  Le virus de la grippe asiatique est issu du réassortiment entre les gènes PB1, HA et NA de la souche aviaire A (H2N2) et des cinq autres gènes du virus grippal humain saisonnier A (H1N1)  ; le virus de la grippe de Hong Kong possède les gènes HA et PB1 de virus aviaire A (H3) et les six autres gènes du virus grippal humain circulant A (H2N2)  ; ces réassortiments génétiques ont permis l’émergence des sous-types H2N2 et H3N2 respectivement (Russell and Webster 2005 [167]) (Kawaoka, Krauss et al. 1989 [102]).

• L’analyse phylogénétique des huit segments du génome des virus humains A (H2N2), isolés entre 1957 et 1968 et des virus humains A (H3N2) isolés entre 1968 et 1972 montre que le sous-type A (H2N2) continue de circuler après 1968 et l’émergence des virus A (H3N2) chez l’homme est associée à de multiples réassortiments qui contribuent à leur diversité génétique (Lindstrom, Cox et al.2004 [120]).

  Depuis 1977, les souches circulant dans la population humaine mondiale sont de sous-types A (H1N1) essentiellement, virus réapparu à l’occasion de la «  grippe russe  », et de type A (H3N2). Cette situation est propice aux réassortiments génétiques en cas d’infection concomitante par les deux virus. En 1983, un premier et unique cas d’infection par un virus réassorti A (H1N2) est diagnostiqué sur un prélèvement pharyngé chez un patient coinfecté par les virus A (H1N1) et A (H3N2). Durant la saison grippale 2000-2001, des virus réassortis A (H1N2) ont été isolés sur tous les continents, le virus s’étant propagé d’Asie du sud vers l’Afrique, l’Europe et l’Amérique du nord. Les études virologiques ont démontré la proximité antigénique et génétique d’une part, de l’hémagglutinine du virus réassorti A (H1N2) avec celle de la souche vaccinale actuelle A (H1N1), et de la neuraminidase de A (H1N2) avec celle de la souche prototype A (H3N2) d’autre part. Les six autres gènes internes sont issus d’un virus A (H3N2) (Xu, Lindstrom et al. 2004 [209]).

Références bibliographiques du chapitre

[9] ↑ Abed Y, Hardy I, Li Y and Boivin G (2002). "Divergent evolution of hemagglutinin and neuraminidase genes in recent influenza A:H3N2 viruses isolated in Canada." Journal of medical virology67(4) : 589-595.

[10] ↑ Al Faress S, Cartet G, Ferraris O, Norder H, Valette M and Lina B (2005). "Divergent genetic evolution of hemagglutinin in influenza A H1N1 and A H1N2 subtypes isolated in the south-France since the winter of 2001-2002.." J Clin Virol33(3) : 230-6.

[17] ↑ Baigent SJ and McCauley JW (2001). "Glycosylation of haemagglutinin and stalk-length of neuraminidase combine to regulate the growth of avian influenza viruses in tissue culture." Virus Res79(1-2) : 177-85.

[18] ↑ Baigent SJ and McCauley JW (2003). "Influenza type A in humans, mammals and birds: Determinants of virus virulence, host‐range and interspecies transmission" Bioessays25(7) : 657-71.
< https://api.istex.fr/ark:/67375/WNG-XRMTLSHR-B/fulltext.pdf>
< http://dx.doi.org/10.1002/bies.10303 >

[20] ↑ Banks J, Speidel ES, Moore E, Plowright L, Piccirillo A, Capua I, Cordioli P, Fioretti A and Alexander DJ (2001). "Changes in the haemagglutinin and the neuraminidase genes prior to the emergence of highly pathogenic H7N1 avian influenza viruses in Italy." Archives of virology146(5) : 963-973.

[22] ↑ Beby-Defaux A, Giraudeau G, Bouguermouh S and Agius G (2003). "La grippe humaine : aspects virologiques, épidémiologie et diagnostic virologique. (Influenza : virological aspects, epidemiology and virological diagnosis)." Médecine et maladies infectieuses33(3) : 134-142.

[40] ↑ Cheung CY, Poon LL, Lau AS, Luk W, Lau YL, Shortridge KF, Gordon S, Guan Y and Peiris JS (2002). "Induction of proinflammatory cytokines in human macrophages by influenza A (H5N1) viruses : a mechanism for the unusual severity of human disease?" Lancet360(9348) : 1831-7.

[55] ↑ Deshpande KL, Naeve CW and Webster RG (1985). "The neuraminidases of the virulent and avirulent A/Chicken/Pennsylvania/ 83 (H5N2) influenza a viruses: Sequence and antigenic analyses" Virology147(1) : 49-60.

[66] ↑ Fouchier RA, Munster V, Wallensten A, Bestebroer TM, Herfst S, Smith D, Rimmelzwaan GF, Olsen B and Osterhaus AD (2005). "Characterization of a novel influenza A virus hemagglutinin subtype (H16) obtained from black-headed gulls." J Virol79(5) : 2814-22.

[68] ↑ Gambaryan A, Tuzikov A, Pazynina G, Bovin N, Balish A and Klimov A (2005). "Evolution of the receptor binding phenotype of influenza A (H5) viruses." Virology.

[75] ↑ Govorkova EA, Rehg JE, Krauss S, Yen HL, Guan Y, Peiris M, Nguyen TD, Hanh TH, Puthavathana P, Long HT, Buranathai C, Lim W, Webster RG and Hoffmann E (2005). "Lethality to ferrets of H5N1 influenza viruses isolated from humans and poultry in 2004." J Virol 79(4) : 2191-8.

[79] ↑ Hatta M, Peng GAO, Halfmann P and Kawaoka Y (2001). "Molecular basis for high virulence of Hong Kong H5N1 influenza A viruses." Science  : (Washington, D.C.)293(5536) : 1840-1842.

[83] ↑ Hilleman MR (2002). "Realities and enigmas of human viral influenza : pathogenesis, epidemiology and control." Vaccine 20(25-26) : 3068-3087.

[88] ↑ Horimoto T and Kawaoka Y (1994). "Reverse genetics provides direct evidence for a correlation of hemagglutinin cleavability and virulence of an avian influenza A virus." Journal of virology68(5) : 3120-3128.

[92] ↑ Hulse DJ, Webster RG, Russell RJ and Perez DR (2004). "Molecular determinants within the surface proteins involved in the pathogenicity of H5N1 influenza viruses in chickens." J Virol78(18) : 9954-64.

[102] ↑ Kawaoka Y, Krauss S and Webster RG (1989). "Avian-to-human transmission of the PB1 gene of influenza A viruses in the 1957 and 1968 pandemics" Journal of Virology63(11) : 4603-4608.
< http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC251093 >

[106] ↑ Kobasa D, Kodihalli S, Luo M, Castrucci MR, Donatelli I, Suzuki Y, Suzuki T and Kawaoka Y (1999). "Amino Acid Residues Contributing to the Substrate Specificity of the Influenza A Virus Neuraminidase J Virol73(8) : 6743-51.
<http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC112759 >

[107] ↑ Kobasa D, Takada A, Shinya K, Hatta M, Halfmann P, Theriault S, Suzuki H, Nishimura H, Mitamura K, Sugaya N, Usui T, Murata T, Maeda Y, Watanabe S, Suresh M, Suzuki T, Suzuki Y, Feldmann H and Kawaoka Y (2004). "Enhanced virulence of influenza A viruses with the haemagglutinin of the 1918 pandemic virus." Nature 431(7009) : 703-7.

[111] ↑ Laver G and Garman E (2002). "Pandemic influenza : its origin and control." Microbes and infection4(13) : 1309-1316.

[117] ↑ Li Z, Chen H, Jiao P, Deng G, Tian G, Li Y, Hoffmann E, Webster RG, Matsuoka Y and Yu K (2005). "Molecular basis of replication of duck H5N1 influenza viruses in a mammalian mouse model." J Virol79(18) : 12058-64.

[120] ↑ Lindstrom SE, Cox NJ and Klimov A (2004). "Genetic analysis of human H2N2 and early H3N2 influenza viruses, 1957-1972 : evidence for genetic divergence and multiple reassortment events." Virology328(1) : 101-19.

[121] ↑ Lipatov AS, Andreansky S, Webby RJ, Hulse DJ, Rehg JE, Krauss S, Perez DR, Doherty PC, Webster RG and Sangster MY (2005). "Pathogenesis of Hong Kong H5N1 influenza virus NS gene reassortants in mice : the role of cytokines and B- and T-cell responses." J Gen Virol86(Pt 4) : 1121-30.

[127] ↑ Maines TR, Lu XH, Erb SM, Edwards L, Guarner J, Greer PW, Nguyen DC, Szretter KJ, Chen LM, Thawatsupha P, Chittaganpitch M, Waicharoen S, Nguyen DT, Nguyen T, Nguyen HH, Kim JH, Hoang LT, Kang C, Phuong LS, Lim W, Zaki S, Donis RO, Cox NJ, Katz JM and Tumpey TM (2005). "Avian influenza (H5N1) viruses isolated from humans in Asia in 2004 exhibit increased virulence in mammals." J Virol 79(18) : 11788-800.

[130] ↑ Matrosovich MN, Matrosovich TY, Gray T, Roberts NA and Klenk HD (2004). "Human and avian influenza viruses target different cell types in cultures of human airway epithelium." Proc Natl Acad Sci U S A101(13) : 4620-4.

[146] ↑ Noah DL and Krug RM (2005). "Influenza virus virulence and its molecular determinants." Adv Virus Res65 : 121-45.

[154] ↑ Parrish CR and Kawaoka Y (2005). "The origins of new pandemic viruses : the acquisition of new host ranges by canine parvovirus and influenza A viruses." Annu Rev Microbiol59 : 553-86.

[157] ↑ Perdue ML, Suarez DL, Van RK and Pensaert M (2000). "Structural features of the avian influenza virus hemagglutinin that influence virulence." Veterinary microbiology  : (Amsterdam)74(1-2) : 77-86.

[159] ↑ Puthavathana P, Auewarakul P, Charoenying PC, Sangsiriwut K, Pooruk P, Boonnak K, Khanyok R, Thawachsupa P, Kijphati R and Sawanpanyalert P (2005). "Molecular characterization of the complete genome of human influenza H5N1 virus isolates from Thailand." J Gen Virol 86(Pt 2) : 423-33.

[167] ↑ Russell CJ and Webster RG (2005). "The genesis of a pandemic influenza virus." Cell123(3) : 368-71.

[170] ↑ Seo SH, Hoffmann E and Webster RG (2002). "Lethal H5N1 influenza viruses escape host anti-viral cytokine responses." Nat Med8(9) : 950-4.

[171] ↑ Seo SH, Hoffmann E and Webster RG (2004). "The NS1 gene of H5N1 influenza viruses circumvents the host anti-viral cytokine responses." Virus Res103(1-2) : 107-13.

[173] ↑ Shinya K, Hamm S, Hatta M, Ito H, Ito T and Kawaoka Y (2004). "PB2 amino acid at position 627 affects replicative efficiency, but not cell tropism, of Hong Kong H5N1 influenza A viruses in mice." Virology320(2) : 258-66.

[181] ↑ Suarez DL, Van RK and Pensaert M (2000). "Evolution of avian influenza viruses." Veterinary microbiology  : (Amsterdam)74(1-2) : 15-27.

[185] ↑ Suzuki Y (2001). "Host mediated variation and receptor binding specificity of influenza viruses." Adv Exp Med Biol491 : 445-51.

[186] ↑ Suzuki Y (2005). "Sialobiology of influenza : molecular mechanism of host range variation of influenza viruses." Biol Pharm Bull28(3) : 399-408.

[187] ↑ Suzuki Y, Ito T, Suzuki T, Holland RE, Jr., Chambers TM, Kiso M, Ishida H and Kawaoka Y (2000). "Sialic acid species as a determinant of the host range of influenza A viruses." J Virol74(24) : 11825-31.

[196] ↑ Tumpey TM, Basler CF, Aguilar PV, Zeng H, Solorzano A, Swayne DE, Cox NJ, Katz JM, Taubenberger JK, Palese P and Garcia-Sastre A (2005). "Characterization of the reconstructed 1918 Spanish influenza pandemic virus." Science 310(5745) : 77-80.

[199] ↑ Van DWS and Manuguerra JC (2000). "Bases moléculaires de la variabilité et diffusion des virus grippaux. (Molecular basis of influenza virus variability and diffusion)." L'Eurobiologiste  : (Paris)34(247) : 38-41.

[201] ↑ Walker JA and Kawaoka Y (1993). "Importance of conserved amino acids at the cleavage site of the haemagglutinin of a virulent avian influenza A virus." Journal of general virology74(p.2) : 311-314.

[209] ↑ Xu X, Lindstrom SE, Shaw MW, Smith CB, Hall HE, Mungall BA, Subbarao K, Cox NJ and Klimov A (2004). "Reassortment and evolution of current human influenza A and B viruses." Virus Res103(1-2) : 55-60.

[213] ↑ Zambon MC (2001). "The pathogenesis of influenza in humans." Reviews in medical virology11(4) : 227-241.

---